L’expérimentation in vivo demeure une étape déterminante de la recherche translationnelle : c’est à l’échelle de l’organisme entier que se vérifient l’efficacité, la sécurité et la pertinence physiologique d’une hypothèse thérapeutique. Mais l’expression « modèle animal » recouvre une réalité extraordinairement diverse, du knock-out murin standard au modèle porteur de protéines humaines, en passant par les xénogreffes dérivées de patients et le poisson-zèbre. Chacun répond à des questions différentes, avec ses contraintes propres. Cet article propose un panorama de ces modèles : le cadre éthique et réglementaire qui les encadre, la transformation que connaît actuellement ce cadre avec la montée des méthodes alternatives, les grandes familles de modèles disponibles et les critères qui président à leur choix. Il s’arrête plus longuement sur ce qui constitue aujourd’hui l’une des sophistications les plus abouties du domaine : l’humanisation.
Pourquoi l’in vivo reste indispensable
Les modèles cellulaires ont considérablement progressé — cultures primaires, organoïdes, cellules souches pluripotentes induites, systèmes microfluidiques. Ils permettent de disséquer des mécanismes avec une précision et une reproductibilité inaccessibles à l’animal, et de cribler des molécules à grande échelle. Mais ils partagent une limite structurelle : ils isolent un compartiment biologique de l’organisme qui le contient.
Or certaines questions n’existent qu’à l’échelle de l’organisme entier. La pharmacocinétique d’une molécule (son absorption, sa distribution, son métabolisme, son élimination) met en jeu le foie, le rein, la circulation, la barrière intestinale. La toxicité systémique ne se révèle que dans un système intégré. Les interactions entre organes, la réponse immunitaire coordonnée, les phénotypes complexes comme un saignement, la croissance d’une tumeur dans son microenvironnement natif ou un comportement épileptique ne se laissent pas reconstituer en boîte de culture. L’in vivo ne remplace donc pas l’in vitro : il le prolonge, en apportant le niveau d’intégration qui manque au travail cellulaire.
Un cadre éthique et réglementaire strict
Le recours à l’animal en recherche est l’objet d’un encadrement juridique dense, et il n’est pas inutile de rappeler lequel, car il structure concrètement la conception des études.
Le principe fondateur est la règle des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner), formulée dès 1959 par les chercheurs Russell et Burch. Elle impose de remplacer l’expérimentation animale par d’autres méthodes chaque fois que c’est possible ; à défaut, de réduire le nombre d’animaux utilisés ; et, dans tous les cas, de raffiner les procédures, c’est-à-dire d’optimiser les méthodologies pour diminuer la douleur et la détresse tout en maintenant un niveau élevé de résultats scientifiques. Ce dernier point est parfois perçu comme une contrainte extérieure à la science : c’est l’inverse. Un animal en état de stress ou de souffrance produit des données physiologiquement biaisées. Le raffinement n’est pas seulement une exigence morale, c’est une condition de la qualité scientifique.
En Europe, ce principe est inscrit dans la directive 2010/63/UE du 22 septembre 2010 relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques, qui révise la directive 86/609/CEE et s’applique en France depuis le 1er janvier 2013. Sa transposition en droit français repose sur le décret n° 2013-118 du 1er février 2013 et cinq arrêtés d’application, codifiés aux articles R214-87 à R214-137 du code rural et de la pêche maritime — la règle des 3R figurant à l’article R214-105. La directive a depuis été modifiée par la directive déléguée (UE) 2024/1262 du 13 mars 2024.
Concrètement, cet édifice se traduit par un contrôle a priori à plusieurs niveaux. Tout projet utilisant des animaux doit obtenir une autorisation du ministère chargé de la recherche, délivrée pour cinq ans au maximum et subordonnée à une évaluation éthique préalable par un comité d’éthique en expérimentation animale (CEEA) agréé. Les établissements eux-mêmes doivent être agréés et font l’objet d’inspections régulières ; ils sont dotés de structures dédiées au bien-être animal. Le principe général reste que les recherches sur l’animal ne sont licites que si elles revêtent un caractère de stricte nécessité — autrement dit, chaque étude doit justifier qu’aucune alternative ne permettait de répondre à la question posée.
Un paysage en mutation : les méthodes alternatives
Ce dernier point, l’absence d’alternative, demande une précision : ce qui constitue une alternative recevable est en train de se déplacer rapidement. Le « Remplacer » des 3R, longtemps énoncé comme un principe de long terme, est devenu une trajectoire réglementaire active des deux côtés de l’Atlantique.
Aux États-Unis, la Food and Drug Administration a annoncé en avril 2025 son intention de sortir progressivement de l’exigence de test animal pour les anticorps monoclonaux, puis pour d’autres médicaments, en s’appuyant sur ce que l’on nomme les New Approach Methodologies (NAMs) : modèles computationnels de toxicité fondés sur l’intelligence artificielle, lignées cellulaires, organoïdes et systèmes organe-sur-puce. Une feuille de route à cinq ans accompagne cette annonce, avec l’objectif de faire passer les études animales du statut de norme à celui d’exception dans l’évaluation de sécurité, et des recommandations encadrant l’usage des NAMs dans les dossiers réglementaires ont suivi.
En Europe, le mouvement a pris une forme officielle le 1er juin 2026, avec l’adoption par la Commission d’une feuille de route vers l’élimination progressive de l’expérimentation animale pour les évaluations de sécurité chimique. Elle couvre un large éventail de domaines législatifs, dont les produits pharmaceutiques, et formule plus d’une trentaine de recommandations. Elle s’accompagne d’un effort d’investissement dans les approches non animales (intelligence artificielle, données humaines, jumeaux humains virtuels, modélisation informatique, technologies in vitro), dont une enveloppe de 49 millions d’euros au titre du programme de travail Horizon Europe 2026-2027, ainsi que d’un dispositif de suivi public. La Commission reconnaît elle-même que le remplacement reste difficile et que les progrès sont globalement trop lents.
Il faut cependant lire ces textes pour ce qu’ils sont, car une confusion s’installe volontiers. Ils portent sur l’évaluation réglementaire de la sécurité (toxicologie, dossiers d’autorisation), domaine où les modèles animaux se sont souvent révélés peu prédictifs, et non sur la recherche fondamentale et translationnelle. Modéliser une maladie, valider une cible, comprendre un mécanisme physiopathologique à l’échelle de l’organisme restent des questions pour lesquelles aucune alternative complète n’existe aujourd’hui. La trajectoire n’est donc pas la disparition de l’in vivo, mais son resserrement sur ce qu’il est seul à pouvoir apporter : moins d’animaux, sur des questions mieux ciblées, avec des modèles plus pertinents , dont les modèles humanisés sont précisément un exemple, et un travail in vitro et in silico d’autant plus poussé en amont. Les deux approches se complètent plutôt qu’elles ne s’opposent, et c’est cette articulation qui définit aujourd’hui un projet préclinique bien conçu.
Panorama des grands types de modèles
Modèles génétiquement modifiés
Le cœur de l’arsenal préclinique reste la souris génétiquement modifiée. Le knock-out constitutif inactive un gène dans tout l’organisme dès le développement : simple et informatif, mais parfois impraticable si la perte du gène est létale au stade embryonnaire. Le knock-out conditionnel et tissu-spécifique, généralement obtenu par le système Cre-lox, contourne cette difficulté en n’inactivant le gène que dans un tissu donné, ou à un moment choisi. Le knock-in introduit au contraire une séquence précise — une mutation ponctuelle reproduisant celle d’un patient, par exemple. Les modèles transgéniques ajoutent un gène, et les doubles knock-out permettent d’étudier l’interaction de deux gènes ou de contourner la redondance fonctionnelle fréquente dans les familles de protéines.
Modèles de maladie
Une seconde famille reproduit une pathologie plutôt qu’elle n’interroge un gène. Certains modèles sont génétiques — la souris mdx pour la dystrophie de Duchenne, les modèles hémophiliques en hématologie. D’autres sont induits : un régime hyperlipidique pour l’obésité et le syndrome métabolique, un traitement au lithium-pilocarpine pour déclencher un état de mal épileptique et étudier l’épileptogenèse [6]. L’induction a l’avantage de contrôler le moment de déclenchement, donc d’observer la maladie en train de s’installer.
Modèles d’oncologie : xénogreffes et orthotopiques
En cancérologie, les xénogreffes dérivées de patients (PDX) consistent à implanter chez une souris immunodéficiente un fragment tumoral prélevé chez un malade, ce qui préserve une part de l’architecture et de l’hétérogénéité de la tumeur d’origine. Les modèles orthotopiques vont plus loin en implantant la tumeur dans l’organe dont elle provient plutôt qu’en sous-cutané : le microenvironnement y est bien plus proche de la réalité clinique, au prix d’une chirurgie plus lourde et d’un suivi par imagerie.
Au-delà de la souris
D’autres espèces répondent à des besoins spécifiques. Le poisson-zèbre, transparent au stade larvaire, se prête à l’imagerie in vivo et à l’optogénétique, avec des effectifs compatibles avec le criblage. Le primate non humain, dont l’usage est particulièrement encadré, reste irremplaçable pour certaines questions de neurosciences intégratives.
L’humanisation : faire exprimer la protéine humaine
Un obstacle traverse toute la recherche préclinique : les différences entre espèces. La souris n’est pas un petit humain. Ses protéines diffèrent des nôtres par leur séquence, parfois par leur fonction, souvent par leurs partenaires moléculaires. Cette divergence devient bloquante dès lors que l’on veut tester un candidat thérapeutique conçu pour l’humain : un anticorps dirigé contre une protéine humaine peut tout simplement ne pas reconnaître son équivalent murin, et le modèle animal , pourtant pertinent pour la maladie, devient inutilisable pour évaluer la molécule.
L’humanisation répond directement à ce verrou. Le principe consiste à remplacer, chez l’animal, le gène murin par son équivalent humain, de sorte que l’organisme exprime la protéine humaine dans son contexte physiologique. Le candidat thérapeutique retrouve alors sa cible, et l’expérience préclinique redevient prédictive.
Une distinction s’impose ici, car deux réalités très différentes se cachent sous le même terme. Les souris génétiquement humanisées portent un ou plusieurs gènes humains à la place des gènes murins correspondants : elles expriment la protéine humaine de façon constitutive, dans les cellules qui l’expriment naturellement. Les souris humanisées sur le plan immunologique sont tout autre chose : ce sont des animaux immunodéficients chez lesquels on greffe des cellules ou des tissus immunitaires humains, afin de reconstituer un système immunitaire humain fonctionnel — une approche devenue centrale en immuno-oncologie pour évaluer des immunothérapies spécifiques de l’humain [1]. Les deux stratégies visent le même objectif de pertinence humaine, mais elles ne répondent pas aux mêmes questions et ne se construisent pas de la même façon.
Un cas concret : un modèle entièrement humanisé de maladie de Willebrand
Un travail auquel Inovarion a contribué illustre l’ensemble de cette démarche, de l’identification du verrou jusqu’à la démonstration d’usage.
Le point de départ est un constat d’impasse : dans la maladie de Willebrand , le trouble hémorragique héréditaire le plus fréquent, l’innovation thérapeutique est à l’arrêt depuis des décennies, et les modèles murins disponibles ne conviennent pas aux études précliniques précisément à cause des différences entre espèces [5]. Impossible, dans ces conditions, de tester in vivo de nouvelles approches.
La réponse a consisté à générer des souris exprimant sélectivement le facteur Willebrand (VWF) et la glycoprotéine GPIbα humains. La caractérisation du modèle a réservé une surprise utile : les animaux expriment un taux de VWF bas (12 %) et de facteur VIII réduit (40 %), avec un profil multimérique et un rapport activité/antigène normaux — un tableau qui correspond non pas à un modèle sain humanisé, mais à une maladie de Willebrand de type 1, la forme la plus courante puisqu’elle représente 70 à 80 % des cas. Le modèle a donc été repositionné comme tel. Sa caractérisation approfondie a confirmé les traits attendus : adhésion plaquettaire et formation de thrombus diminuées in vitro, phénotype hémorragique modéré in vivo, corrigé par l’administration de VWF recombinant ou par la libération du VWF endothélial induite par l’histamine.
La plateforme a ensuite servi à ce pour quoi elle avait été conçue : évaluer une molécule candidate. Un anticorps bispécifique à domaine unique pontant le VWF à l’albumine a été testé ; une seule administration sous-cutanée a suffi à doubler durablement le taux de VWF pendant dix jours et à normaliser l’hémostase. Le modèle humanisé n’est donc pas une fin en soi : c’est une plateforme qui rend testable ce qui ne l’était pas.
Choisir son modèle : les questions à se poser
Le choix d’un modèle se joue à l’intersection de la question biologique et des contraintes pratiques. Quelques interrogations permettent de cadrer la décision.
La cible ou la molécule est-elle spécifique de l’humain ? Si oui, l’humanisation devient nécessaire, et il faut déterminer laquelle — génétique ou immunologique. Le phénotype recherché est-il systémique, ou localisé à un tissu ? Cette distinction oriente vers un knock-out constitutif ou conditionnel. La maladie doit-elle être observée pendant son installation, ce qui plaide pour un modèle induit, ou à l’état stable ? Enfin, les contraintes matérielles pèsent lourd : disponibilité de la lignée ou délai de génération d’un nouveau modèle, coût, effectifs nécessaires pour atteindre une puissance statistique suffisante, et bien sûr faisabilité réglementaire du protocole envisagé.
Du modèle à la donnée : la lecture fait la valeur
Un modèle ne vaut, en définitive, que par ce que l’on parvient à en lire. Un phénotypage approximatif ruine le meilleur des modèles ; à l’inverse, une lecture fine transforme un modèle classique en source de données riches. C’est pourquoi les approches de caractérisation moléculaire ont pris tant d’importance en aval de l’expérimentation animale.
L’étude d’épileptogenèse déjà mentionnée en donne une bonne illustration : le modèle lithium-pilocarpine, connu de longue date, y est couplé à une cartographie transcriptomique spatiale du cerveau, qui a montré que l’activation microgliale et l’astrogliose réactive s’étendaient bien au-delà de l’hippocampe, jusqu’aux faisceaux de substance blanche et à plusieurs noyaux thalamiques [6]. Le modèle fournit le phénomène ; la lecture moléculaire en révèle l’étendue réelle. Cette articulation entre expérimentation in vivo et analyse à haut débit est aujourd’hui indissociable d’un projet préclinique sérieux.
Comment Inovarion peut vous accompagner
Inovarion conçoit et met en œuvre une large gamme de modèles précliniques : souris génétiquement modifiées (knock-out constitutifs, conditionnels et tissu-spécifiques, knock-in, transgéniques, doubles knock-out), modèles de maladie génétiques ou induits, xénogreffes et modèles orthotopiques en oncologie, poisson-zèbre pour l’imagerie in vivo. Nos équipes ont notamment contribué au développement d’un modèle murin entièrement humanisé de la maladie de Willebrand. Cette expertise in vivo s’articule avec le travail cellulaire et bio-informatique mené en amont et en aval, du phénotypage à la lecture transcriptomique et à l’imagerie quantitative — car un modèle préclinique ne produit de la connaissance que si sa conception et sa lecture sont pensées ensemble.
Publications
Références du domaine
- Chuprin J, Buettner H, Seedhom MO, Greiner DL, Keck JG, Ishikawa F, Shultz LD, Brehm MA. Humanized mouse models for immuno-oncology research. Nature Reviews Clinical Oncology, 2023;20(3):192-206. PubMed
- Directive 2010/63/UE du Parlement européen et du Conseil du 22 septembre 2010 relative à la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques ; transposition française : décret n° 2013-118 du 1er février 2013 et arrêtés d’application.
- Commission européenne. Roadmap towards phasing out animal testing for chemical safety assessments, communication C(2026)3497, adoptée le 1er juin 2026.
- U.S. Food and Drug Administration. Roadmap to Reducing Animal Testing in Preclinical Safety Studies, avril 2025.
Contributions Inovarion
- McCluskey G, et al. A fully humanized von Willebrand disease type 1 mouse model as unique platform to investigate novel therapeutic options. Haematologica, 2025;110(4):923-937. PubMed
- Dufour A, et al. Spatiotemporal transcriptomic mapping reveals region-specific glial activation and astrocyte shifts in epileptogenesis beyond the hippocampus. Acta Neuropathologica Communications, 2026;14:38. DOI
à jour en juillet 2026